《药理学》课程教学实验指导书（共十四个实验）

目 录 前言.(1) 实验1实验动物的捉持法和给药法.(2) 实验2药物的基本作用.(7) 实验3不同给药途径对药物作用的影响. (8) 实验4肝脏功能对药物作用的影响. (8) 实验5全血水杨酸钠二室模型药动学参数测定.(9) 实验6传出神经系统药物对蟾蜍腹直肌的作用.(12) 实验7传出神经系统药物对麻醉兔血压的作用.(13) 实验8氯丙嗪的安定和抗激怒反应作用. .(14) 实验9吗啡的镇痛作用.(15) 实验10有机磷药物的中毒及其解救.（16) 实验11强心苷对在体蛙心的作用.(18) 实验12药物对大鼠离体子宫的作用.(19) 实验13利尿药对兔尿量和尿中氯离子浓度的影响.(20) 实验14利用豚鼠肠肌标本鉴别未知药品.(21) 附录一制剂、处方法.(22) 附录二常用生理溶液的成分和配制.(24)

目 录 前言 .（1） 实验 1 实验动物的捉持法和给药法.（2） 实验 2 药物的基本作用 . （7） 实验 3 不同给药途径对药物作用的影响 . （8） 实验 4 肝脏功能对药物作用的影响 . （8） 实验 5 全血水杨酸钠二室模型药动学参数测定 . （9） 实验 6 传出神经系统药物对蟾蜍腹直肌的作用 .（12） 实验 7 传出神经系统药物对麻醉兔血压的作用 .（13） 实验 8 氯丙嗪的安定和抗激怒反应作用.（14） 实验 9 吗啡的镇痛作用.（15） 实验 10 有机磷药物的中毒及其解救.（16） 实验 11 强心苷对在体蛙心的作用.（18） 实验 12 药物对大鼠离体子宫的作用.（19） 实验 13 利尿药对兔尿量和尿中氯离子浓度的影响.（20） 实验 14 利用豚鼠肠肌标本鉴别未知药品.（21） 附录一 制剂、处方法.（22） 附录二 常用生理溶液的成分和配制.（24）

前 吉 药理学实验教学的目的，不仅是验证药理学理论，还可培养学生基 本操作技能，观察和分析解决问题的能力，以及体验科学研究的基本原 则和基本程序，从而提高学生实验研究能力和严密的科学思维方法。为 了使各专业的学生能深入理解药理学的基本理论和基本知识，打好临床 合理用药的基础，特编写了这本《药理学实验大纲与实验指导》。 本实验指导选择的实验内容经典、实用，做到既与理论课有密切联 系，又有实验课的独特体系：既有整体动物（包括清醒动物和麻醉动物） 实验，又有器官水平（包括离体和在体器官）实验：既有定性实验，又 有定量实验：既有验证性实验，又有设计性实验。从而使学生初步具备 对客观事物进行观察、比较、分析、综合和解决问题的能力，并验证、 巩固和加深理解基本理论，从而初步掌握药理学实验的基本方法。

1 前 言 药理学实验教学的目的，不仅是验证药理学理论，还可培养学生基 本操作技能，观察和分析解决问题的能力，以及体验科学研究的基本原 则和基本程序，从而提高学生实验研究能力和严密的科学思维方法。为 了使各专业的学生能深入理解药理学的基本理论和基本知识，打好临床 合理用药的基础，特编写了这本《药理学实验大纲与实验指导》。 本实验指导选择的实验内容经典、实用，做到既与理论课有密切联 系，又有实验课的独特体系；既有整体动物（包括清醒动物和麻醉动物） 实验，又有器官水平（包括离体和在体器官）实验；既有定性实验，又 有定量实验；既有验证性实验，又有设计性实验。从而使学生初步具备 对客观事物进行观察、比较、分析、综合和解决问题的能力，并验证、 巩固和加深理解基本理论，从而初步掌握药理学实验的基本方法。

实验1实验动物的捉持法和给药法 一、常用实验动物的捉持法 1.蛙和蟾蜍 通常以左手握持，用食指和中指夹住左前肢，拇 指压住右前肢，右手将下肢拉直，左手用无名指及小 指夹住（图1）。 2.小鼠 (1)双手法：右手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗 糙面上，向后方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙面 上。迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤， 无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小 图1蟾蜍捉持法 鼠牢固捉持（图2）。 (2)单手法：小鼠置于笼盖上，先用左手食指和拇指抓住鼠尾，后手掌尺侧和 小指夹住鼠尾，然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤（图3）。 图2小鼠双手捉持法 图3小鼠单手捉持法 3.大鼠 大鼠容易激怒咬人，捉持时应戴防护 手套。先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指 和食指握住头部，其余手指与掌部握住背 部和腹部。注意不要捏其颈部，以防用力 过大、过久，室息死亡。 4.家兔 一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻 提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿 势（图4）。切不可用手握持双耳提起兔子。 图4家兔捉持法 5.豚鼠 豚鼠性情温和，不咬人，用手轻轻握住身体即可抓起

2 实验 1 实验动物的捉持法和给药法 一、常用实验动物的捉持法 1．蛙和蟾蜍 通常以左手握持，用食指和中指夹住左前肢，拇 指压住右前肢，右手将下肢拉直，左手用无名指及小 指夹住（图 1）。 2．小鼠 （1）双手法：右手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗 糙面上，向后方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙面 上。迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤， 无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小 鼠牢固捉持（图 2）。 （2）单手法：小鼠置于笼盖上，先用左手食指和拇指抓住鼠尾，后手掌尺侧和 小指夹住鼠尾，然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤（图 3）。 3. 大鼠 大鼠容易激怒咬人，捉持时应戴防护 手套。先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指 和食指握住头部，其余手指与掌部握住背 部和腹部。注意不要捏其颈部，以防用力 过大、过久，窒息死亡。 4．家兔 一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻 提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿 势（图 4）。切不可用手握持双耳提起兔子。 5．豚鼠 豚鼠性情温和，不咬人，用手轻轻握住身体即可抓起。 图 1 蟾蜍捉持法 图 2 小鼠双手捉持法 图 3 小鼠单手捉持法 图 4 家兔捉持法

6.猫 应戴好防护手套。轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻抚猫头、颈和背部，一只 手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住腰背部。性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持，操 作中应防其利爪和牙齿伤人。 7指 驯服的狗可戴上特制嘴套，用绳带固定于耳后颈部：凶暴的狗可用长柄捕狗夹 钳住狗的颈部，然后套上嘴套。狗嘴也可用绳带固定，操作时先将绳带绕过狗嘴的 下颌打结，再绕到颈后部打结，以防绳带滑落。狗麻醉后四肢固定于手术台上，取 下嘴套或绳带，将一金属棒经两侧嘴角，穿过口腔压于舌上，再用绳带绕过金属棒 绑缚狗嘴，并固定于手术台上。应将狗舌拉出口腔，以防室息。 二、常用实验动物给药法 1.经口给药法 此法有口服与灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。口服 法可将药物放入饲料或溶于饮水中令动物自由摄取。若为保证剂量准确，可应用灌 胃法。 (1)灌胃法 小鼠：左手捉持小鼠，腹部朝上，右手持灌胃管经口角插入口腔，使灌胃管与 食管成一直线，再沿上颚壁缓慢插入食 管，稍感有阻力时（大约灌胃管插入1/ 2),如动物安静，呼吸无异常，即可注 入药液。如遇阻力应抽出灌胃管重新插 入，若药液误注气管，小鼠可立即死亡 一次灌注药量0.1-0.3ml/10g体重。操 作宜轻柔，防止损伤食管（图5）。灌胃 管可用粗大的注射针头制作，磨钝针尖 制成，管长45cm,直径1mm,连接于 图5小鼠灌胃法 1-2ml注射器上即成。 大鼠：左手捉持大鼠，右手持灌胃器，灌胃方法与小鼠相同。若两人合作时， 可由助手协助固定后肢与尾巴。但灌胃管必须长6一8cm,直径1.2mm,尖端呈球 状，并安装在5一10ml的注射器上。注药前应回抽注射器，证明未插入气管（无空 气逆流)方可注入药液。一次投药量1一2ml/100g体重。 家兔：需两人合作，一人坐好将兔躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部， 右手抓住两前肢固定前身，使兔头稍向后仰：另一人将木或竹制开口器横放于兔口 中，将兔舌压住，以8号导尿管经开口器中央小孔，沿上颚壁慢慢插入食管15 18cm。为避免误入气管，可将导尿管外口端放入清水杯中，无气泡逸出方可注入 药液，并应再注入少量清水以保证管内药液全部进入胃内。灌毕，慢慢拔出导尿管

3 6. 猫 应戴好防护手套。轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻抚猫头、颈和背部，一只 手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住腰背部。性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持，操 作中应防其利爪和牙齿伤人。 7. 狗 驯服的狗可戴上特制嘴套，用绳带固定于耳后颈部；凶暴的狗可用长柄捕狗夹 钳住狗的颈部，然后套上嘴套。狗嘴也可用绳带固定，操作时先将绳带绕过狗嘴的 下颌打结，再绕到颈后部打结，以防绳带滑落。狗麻醉后四肢固定于手术台上，取 下嘴套或绳带，将一金属棒经两侧嘴角，穿过口腔压于舌上，再用绳带绕过金属棒 绑缚狗嘴，并固定于手术台上。应将狗舌拉出口腔，以防窒息。 二、常用实验动物给药法 1. 经口给药法 此法有口服与灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。口服 法可将药物放入饲料或溶于饮水中令动物自由摄取。若为保证剂量准确，可应用灌 胃法。 （1）灌胃法 小鼠：左手捉持小鼠，腹部朝上，右手持灌胃管经口角插入口腔，使灌胃管与 食管成一直线，再沿上颚壁缓慢插入食 管，稍感有阻力时(大约灌胃管插入 1／ 2)，如动物安静，呼吸无异常，即可注 入药液。如遇阻力应抽出灌胃管重新插 入，若药液误注气管，小鼠可立即死亡。 一次灌注药量 0.1－0.3ml／10g 体重。操 作宜轻柔，防止损伤食管（图 5）。灌胃 管可用粗大的注射针头制作，磨钝针尖 制成，管长 4-5cm，直径 1mm，连接于 1-2ml 注射器上即成。 大鼠：左手捉持大鼠，右手持灌胃器，灌胃方法与小鼠相同。若两人合作时， 可由助手协助固定后肢与尾巴。但灌胃管必须长 6－8cm，直径 1.2mm，尖端呈球 状，并安装在 5－10ml 的注射器上。注药前应回抽注射器，证明未插入气管（无空 气逆流）方可注入药液。一次投药量 1—2ml／100g 体重。 家兔：需两人合作，一人坐好将兔躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部， 右手抓住两前肢固定前身，使兔头稍向后仰；另一人将木或竹制开口器横放于兔口 中，将兔舌压住，以 8 号导尿管经开口器中央小孔，沿上颚壁慢慢插入食管 15－ 18cm。为避免误入气管，可将导尿管外口端放入清水杯中，无气泡逸出方可注入 药液，并应再注入少量清水以保证管内药液全部进入胃内。灌毕，慢慢拔出导尿管 图 5 小鼠灌胃法

取出开口器（图6）。 开口# 图6家免灌胃法 豚鼠：如用灌胃器，灌胃法与大鼠相同。如用开口器和导尿管，操作方法与兔 灌胃法相同。 猫和狗：灌胃方法与兔相似，将导尿管从鼻腔或口腔经食管插入胃内给药。操 作时应防止动物咬伤与抓伤。 (2)口服法 片剂药物可在扒开动物上下齿列后，用镊子夹住药物放在舌根部，迅速合起 上下颌即可咽下药物。给药前若先以水湿润口腔内部，更易咽下。 液体药物可在轻轻固定动物头部后，从口角齿列间注入药液，动物多能自动 咽下。溶于水的药物也可加入饮水中口服，不溶于水的药物可加入饲料中给药。但 这两种给药法必须是无味的药物，且难以保证剂量准确。 2.注射给药法 (1)皮下注射法： 小鼠：一般需两人合作，一人把小鼠头与鼠 尾牵向两端并固定，另一人左手提起背部皮肤， 右手持注射器刺入皮下，若针头容易向左右摆动 即可注入药液。拔针时左手捏住针刺部位，防止 药液外漏（图7）。一人操作可把小鼠放在金属 网上，左手拉鼠尾，小鼠以其习性向前移动，此 时右手持注射器从头端向尾部刺入背部皮下。注 药量0.1-0.3ml/10g体重。 大鼠：以捉持法握住大鼠，于背部或大腿拉 图7小鼠皮下注射法 起皮肤，将注射针刺入皮下。一次注射药量小于 1.0ml/100g体重。 家兔：左手将兔背部皮肤提起，右手持注射器，针尖刺人皮下松开左手，进行 4

4 取出开口器（图 6）。 豚鼠：如用灌胃器，灌胃法与大鼠相同。如用开口器和导尿管，操作方法与兔 灌胃法相同。 猫和狗：灌胃方法与兔相似，将导尿管从鼻腔或口腔经食管插入胃内给药。操 作时应防止动物咬伤与抓伤。 （2）口服法 片剂药物可在扒开动物上下齿列后，用镊子夹住药物放在舌根部，迅速合起 上下颌即可咽下药物。给药前若先以水湿润口腔内部，更易咽下。 液体药物可在轻轻固定动物头部后，从口角齿列间注入药液，动物多能自动 咽下。溶于水的药物也可加入饮水中口服，不溶于水的药物可加入饲料中给药。但 这两种给药法必须是无味的药物，且难以保证剂量准确。 2. 注射给药法 （1）皮下注射法： 小鼠：一般需两人合作，一人把小鼠头与鼠 尾牵向两端并固定，另一人左手提起背部皮肤， 右手持注射器刺入皮下，若针头容易向左右摆动 即可注入药液。拔针时左手捏住针刺部位，防止 药液外漏（图 7）。一人操作可把小鼠放在金属 网上，左手拉鼠尾，小鼠以其习性向前移动，此 时右手持注射器从头端向尾部刺入背部皮下。注 药量 0.1－0.3 ml/10g 体重。 大鼠：以捉持法握住大鼠，于背部或大腿拉 起皮肤，将注射针刺入皮下。一次注射药量小于 1.0ml/100g 体重。 家兔：左手将兔背部皮肤提起，右手持注射器，针尖刺人皮下松开左手，进行 图 7 小鼠皮下注射法 图 6 家兔灌胃法

注射。 豚鼠：注射部位可选用大腿内侧面、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。通常为 大腿内侧面注射。一般需两人合作，一人固定豚鼠，一人进行注射。 猫：将臀部皮肤拉起，将注射针刺入皮肤与肌肉之间，注入药液。 犬：将犬的颈部或背部皮肤拉起，注射针刺入皮下进行注射。 (2)皮内注射法： 先将注射部位剪去毛。左手绷紧皮肤，右手持注射器，小于15°角刺入皮内， 注射药液，注射处出现一白色小皮丘。 (3)腹腔注射法： 小鼠：左手捉持小鼠，腹部向上，右手将注 射器针头刺入皮肤，其部位是距离下腹部腹白线 稍向左或右的位置。向前推进3一5mm,接着使注 射器针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，继续向前刺 人，通过腹肌讲入腹控后抵抗消失，这时即可轻 轻注入药液。小鼠的一次注射量为0.1一0.2m1/10g 体重（图8）。 大鼠：腹腔注射与小鼠相同。注射量为 图8小鼠腹腔注射法 1-2ml/100g体重。 豚鼠、猫、免等：豚鼠、猫腹腔注射部位同小鼠。兔在下腹部近腹白线左右两 侧约lcm处，犬在脐后腹白线侧边1一2cm处注射为宜。 (4)静脉注射法： 大鼠和小鼠：一般采用尾静脉注射，事先将小鼠和大鼠置于固定的筒内或铁丝 罩内，或扣于烧杯内，使尾巴露出，于45一50℃温水中浸泡、或用60-100瓦电灯 泡烘烤、或用75%酒精棉球擦之，使血管扩张，选择尾巴左右两侧静脉注射，注 射时若出现隆起的白色皮丘，说明未注入血管，应重新向尾根部移动注射。一次注 射量小鼠为0.05一0.1ml/10g体重（图9）。注射完毕后用棉球按压止血。 图9小鼠尾静脉注射法 图10家兔耳缘静脉注射法

5 注射。 豚鼠：注射部位可选用大腿内侧面、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。通常为 大腿内侧面注射。一般需两人合作，一人固定豚鼠，一人进行注射。 猫：将臀部皮肤拉起，将注射针刺入皮肤与肌肉之间，注入药液。 犬：将犬的颈部或背部皮肤拉起，注射针刺入皮下进行注射。 （2）皮内注射法： 先将注射部位剪去毛。左手绷紧皮肤，右手持注射器，小于 15°角刺入皮内， 注射药液，注射处出现一白色小皮丘。 （3）腹腔注射法： 小鼠：左手捉持小鼠，腹部向上，右手将注 射器针头刺入皮肤，其部位是距离下腹部腹白线 稍向左或右的位置。向前推进 3—5mm，接着使注 射器针头与皮肤呈 45°角刺入腹肌，继续向前刺 人，通过腹肌进入腹腔后抵抗消失，这时即可轻 轻注入药液。小鼠的一次注射量为 0.1—0.2m1/10g 体重（图 8）。 大鼠：腹腔注射与小鼠相同。注射量为 1—2ml/100g 体重。 豚鼠、猫、免等：豚鼠、猫腹腔注射部位同小鼠。兔在下腹部近腹白线左右两 侧约 lcm 处，犬在脐后腹白线侧边 1—2cm 处注射为宜。 （4）静脉注射法： 大鼠和小鼠：一般采用尾静脉注射，事先将小鼠和大鼠置于固定的筒内或铁丝 罩内，或扣于烧杯内，使尾巴露出，于 45—50℃温水中浸泡、或用 60-100 瓦电灯 泡烘烤、或用 75％酒精棉球擦之，使血管扩张，选择尾巴左右两侧静脉注射，注 射时若出现隆起的白色皮丘，说明未注入血管，应重新向尾根部移动注射。一次注 射量小鼠为 0.05—0.1ml/10g 体重（图 9）。注射完毕后用棉球按压止血。 图 8 小鼠腹腔注射法 图 9 小鼠尾静脉注射法 图 10 家兔耳缘静脉注射法

家兔：一般采用耳缘静脉注射。可用酒精棉球涂擦耳部边缘静脉，或用电灯泡 烘烤免耳使血管扩张。以左手指在兔耳下作垫，右手持注射器，针头经皮下进入血 管。注射时若无阻力或无发生隆起现象，说明针头在血管内，注射完毕，压住针眼， 拔去针头，继续压迫数分钟止血（图10）。 豚鼠：一般用前肢皮下头静脉注射，后肢小隐静脉注射也可以。接近下部比较 容易刺入静脉。注射量一般不超过2ml。 猫：一般采用前肢皮下头静脉注射。注射前先将猫装入固定袋或笼内，左手抓 住前肢，酒精棉球涂擦后，从前肢的末稍端将注射器针头刺入静脉。证实针在静脉 内后，即可注射。 犬：可选用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。以手或橡皮带把静脉向心端 扎紧，使血管充血。酒精棉球涂檫后，针头向近心端刺入静脉，回抽针栓，俏有回 血即可推注药液（图11）。 图11犬后肢外侧小隐静脉左)和前肢背侧皮下头静脉（右）注射法 (5)肌肉注射法： 兔、猫、犬选择两侧臀部或股部肌肉。在固定动物后，注射器与肌肉成60°角， 一次刺入肌肉注射，但应避免针刺入肌肉血管内。注射完后轻轻按摩注射部位，以 助药物吸收。小鼠、大鼠、豚鼠因肌 肉较小，较少采用肌肉注射，若有必 须，以股部肌肉较适，用量不官过大 特别是小鼠，每侧不宜超过0.1ml。 (6)惟管内注射法： 兔：在腰骶部位剪去毛，酒精 球涂檫。一人固定免体并将兔臀部向 腹侧弯曲，使腰骶部凸出，以增大脊 突间隙。一人右手持注射器，将针头 自第一骶骨前面正中轻轻刺入，当刺 图12兔椎管内注射法

6 家兔：一般采用耳缘静脉注射。可用酒精棉球涂擦耳部边缘静脉，或用电灯泡 烘烤兔耳使血管扩张。以左手指在兔耳下作垫，右手持注射器，针头经皮下进入血 管。注射时若无阻力或无发生隆起现象，说明针头在血管内，注射完毕，压住针眼， 拔去针头，继续压迫数分钟止血（图 10）。 豚鼠：一般用前肢皮下头静脉注射，后肢小隐静脉注射也可以。接近下部比较 容易刺入静脉。注射量一般不超过 2ml。 猫：一般采用前肢皮下头静脉注射。注射前先将猫装入固定袋或笼内，左手抓 住前肢，酒精棉球涂擦后，从前肢的末稍端将注射器针头刺入静脉。证实针在静脉 内后，即可注射。 犬：可选用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。以手或橡皮带把静脉向心端 扎紧，使血管充血。酒精棉球涂檫后，针头向近心端刺入静脉，回抽针栓，倘有回 血即可推注药液（图 11）。 （5）肌肉注射法： 兔、猫、犬选择两侧臀部或股部肌肉。在固定动物后，注射器与肌肉成 60°角， 一次刺入肌肉注射，但应避免针刺入肌肉血管内。注射完后轻轻按摩注射部位，以 助药物吸收。小鼠、大鼠、豚鼠因肌 肉较小，较少采用肌肉注射，若有必 须，以股部肌肉较适，用量不宜过大， 特别是小鼠，每侧不宜超过 0.1ml。 （6）椎管内注射法： 兔：在腰骶部位剪去毛，酒精棉 球涂檫。一人固定兔体并将兔臀部向 腹侧弯曲，使腰骶部凸出，以增大脊 突间隙。一人右手持注射器，将针头 自第一骶骨前面正中轻轻刺入，当刺 图 11 犬后肢外侧小隐静脉(左)和前肢背侧皮下头静脉(右)注射法 图 12 兔 椎管内注射法

到椎管时有似刺透硬膜感觉，此时兔尾巴随针刺而动，或后肢有跳动，则证明刺入 椎管，即可注射。 一般一只兔注药 量为0.5-1.0ml(图12). 领下囊 (7)淋巴囊内注射： 蛙及蟾蜍皮下有多个淋巴囊 (图13)，对药物易吸收。一般将药 物注射于胸、腹或股淋巴囊。因其 皮肤较薄，为避免药液从针眼中漏 出，故作胸部淋巴囊注射时，针头 由口腔底部穿下颌肌层而达胸部皮 下：作股部淋巴囊注射时，应从小 腿皮肤刺入，通过膝关节而达大腿 部皮下。注入药量一般为0.25-0.5ml。 图13蛙淋巴囊内注射法 实验2药物的基本作用 [目的]通过实验了解药物的兴奋作用与抑制作用，局部作用与吸收作用等。 [器材注射器(5ml×1) [药品]5%盐酸普鲁卡因溶液、0.5%安定溶液。 「动物家兔 方法湖 1.取兔一只，称其体重。先观察正常活动情况，如四肢站立和行走姿态，并 用针刺其后肢，测试有无痛觉反射 2.由一侧坐骨神经周围（使兔作自然俯卧式，在尾部坐骨脊与股骨头间摸到 凹陷处)注人5%盐酸普鲁卡因溶液1m1/kg体重。2-3分钟后，观察和测试同侧 后肢有无运动和感觉障碍，并与对侧比较。 3.待局部作用明显后，再肌肉注射5%盐酸普鲁卡因溶液1ml/kg体重，观察 中毒症状（惊厥）出现与否。 4.待出现明显中毒症状（惊厥）时，立即由耳缘静脉注射0.5%安定溶液 0.5一1ml/kg体重，至肌肉松弛为止。 [结果]描述实验中的观察。 用者颗1 1.本实验中，药物的兴奋作用与抑制作用、局部作用与吸收作用表现在哪些 方面？是否观察到药物间的对抗作用？ 2.结合本实验说明普鲁卡因和安定的治疗作用和不良反应

7 到椎管时有似刺透硬膜感觉，此时兔尾巴随针刺而动，或后肢有跳动，则证明刺入 椎管，即可注射。一般一只兔注药 量为 0.5—1.0ml （图 12）。 （7）淋巴囊内注射： 蛙及蟾蜍皮下有多个淋巴囊 （图 13），对药物易吸收。一般将药 物注射于胸、腹或股淋巴囊。因其 皮肤较薄，为避免药液从针眼中漏 出，故作胸部淋巴囊注射时，针头 由口腔底部穿下颌肌层而达胸部皮 下；作股部淋巴囊注射时，应从小 腿皮肤刺入，通过膝关节而达大腿 部皮下。注入药量一般为 0.25—0.5ml。 实验 2 药物的基本作用 [目的] 通过实验了解药物的兴奋作用与抑制作用，局部作用与吸收作用等。 [器材] 注射器(5ml×1) [药品] 5％盐酸普鲁卡因溶液、0.5％安定溶液。 [动物] 家兔 [方法] 1. 取兔一只，称其体重。先观察正常活动情况，如四肢站立和行走姿态，并 用针刺其后肢，测试有无痛觉反射。 2. 由一侧坐骨神经周围（使兔作自然俯卧式，在尾部坐骨脊与股骨头间摸到一 凹陷处）注人 5％盐酸普鲁卡因溶液 1m1／kg 体重。2-3 分钟后，观察和测试同侧 后肢有无运动和感觉障碍，并与对侧比较。 3. 待局部作用明显后，再肌肉注射 5％盐酸普鲁卡因溶液 1ml／kg 体重，观察 中毒症状（惊厥）出现与否。 4. 待出现明显中毒症状（惊厥）时，立即由耳缘静脉注射 0.5％安定溶液 0.5—1ml／kg 体重，至肌肉松弛为止。 [结果] 描述实验中的观察。 [思考题] 1. 本实验中，药物的兴奋作用与抑制作用、局部作用与吸收作用表现在哪些 方面？是否观察到药物间的对抗作用? 2. 结合本实验说明普鲁卡因和安定的治疗作用和不良反应。 图 13 兔 椎管内注射法 图 13 蛙淋巴囊内注射法

实验3不同给药途径对药物作用的影响 [目的观察不同给药途径对尼可刹米作用的影响。 「器材注射器(1ml×)、小鼠灌胃器、玻璃钟罩。 [药品]5%尼可刹米溶液。 「动物小鼠 方法] 小鼠3只，称重，编号甲、乙和丙。先观察正常活动，如呼吸、活动度和运动 协调程度等。然后将甲、乙、丙鼠以5%尼可刹米溶液0.2ml10g体重，分别灌胃、 皮下和腹腔注射，观察给药后各鼠是否出现兴奋、惊厥等症状，并记录出现症状的 时间和小鼠的最终结局。 [结果]将观察结果列表比较。 [思考题] 不同给药途径为什么会影响药物效应？ 实验4肝脏功能对药物作用的影响 [目的]观察肝脏功能损害和肝药酶诱导剂和抑制剂对戊巴比妥钠麻醉作 用的影响。 [器材1ml注射器、玻璃钟罩。 药品]5%四氯化碳溶液、 .4%苯巴比妥钠溶液、0.4%戊巴比妥钠溶液 0.8%氯霉素油溶液。 [动物小鼠 方法] 取体重相近的小鼠5只，称重、编号。在实验前48小时，1到4号鼠分别 依次腹腔注射0.1ml/10g体重的5%四氯化碳溶液，0.4%苯巴比妥钠溶液 生理盐水和油溶剂：实验前1小时，第5鼠以0.1ml10g体重腹腔注射0.8%氯 霉素溶液。然后（实验时），每鼠分别腹腔注射0.4%戊巴比妥钠溶液0.1ml /10g体重。记录各鼠翻正反射消失和恢复时间，由此算出麻醉诱导时间和 麻醉维持时间。 [结果] 组 别 麻醉诱导时间（分） 麻醉维持时间（分） 生理盐水组 溶剂组 四氯化碳组 苯巴比妥钠组 氯霉素组

8 实验 3 不同给药途径对药物作用的影响 [目的] 观察不同给药途径对尼可刹米作用的影响。 [器材] 注射器（1ml×l）、小鼠灌胃器、玻璃钟罩。 [药品] 5％尼可刹米溶液。 [动物] 小鼠 [方法] 小鼠 3 只，称重，编号甲、乙和丙。先观察正常活动，如呼吸、活动度和运动 协调程度等。然后将甲、乙、丙鼠以 5％尼可刹米溶液 0.2m1/10g 体重，分别灌胃、 皮下和腹腔注射，观察给药后各鼠是否出现兴奋、惊厥等症状，并记录出现症状的 时间和小鼠的最终结局。 [结果] 将观察结果列表比较。 [思考题] 不同给药途径为什么会影响药物效应？ 实验 4 肝脏功能对药物作用的影响 [目的] 观察肝脏功能损害和肝药酶诱导剂和抑制剂对戊巴比妥钠麻醉作 用的影响。 [器材] 1ml注射器、玻璃钟罩。 [药品] 5％四氯化碳溶液、0.4％苯巴比妥钠溶液、0.4％戊巴比妥钠溶液、 0.8％氯霉素油溶液。 [动物] 小鼠 [方法] 取体重相近的小鼠5只，称重、编号。在实验前48小时，1到4号鼠分别 依次腹腔注射0.1ml／10g体重的5％四氯化碳溶液，0.4％苯巴比妥钠溶液， 生理盐水和油溶剂；实验前1小时，第5鼠以0.1ml/10g体重腹腔注射0.8％氯 霉素溶液。然后（实验时），每鼠分别腹腔注射0.4％戊巴比妥钠溶液0.1ml ／10g体重。记录各鼠翻正反射消失和恢复时间，由此算出麻醉诱导时间和 麻醉维持时间。 [结果] 组 别 麻醉诱导时间(分) 麻醉维持时间(分) 生理盐水组 溶 剂 组 四氯化碳组 苯巴比妥钠组 氯霉素组

[注意事项] 1.四氯化碳和氯霉素溶液宜用花生油、玉米油或橄榄油配制 2.处于麻醉状态下的小鼠失去对体温调节的能力，易受外界环境温度的 影响，当室内温度低于20℃时，小鼠体温明显下降、麻醉加深，麻醉时间延 长，要注意保温。 3.结果分析宜用全班各组平均值。 [思考题] 1.各组小鼠麻醉诱导时间、麻醉维持时间有无差异，为什么？ 2.根据实验结果，分析肝药酶有什么特点？ 实验5全血水杨酸钠二室模型药动学参数测定 [目的]用比色法测定水杨酸钠浓度，并用测得的血药浓度数据计算二室模型 药动学参数。 [器材大试管(10ml×11)入、小试管(6mlx9刻度吸管(10ml×2、2ml、5mlx1) 注射器(1ml×2、2ml、5ml×1)、小玻棒、试管架、玻璃蜡笔、移液吸管、普通剪 刀与手术刀（各1入、弯曲管钳、坐标纸、线与棉花少许。粗天平、分光光度计 离心机、计算器(CASIOfx-180P或CASIO-3600P)。 [药品]1%盐酸普鲁卡因溶液、10%及0.04%水杨酸钠溶液、三氯化铁和三氯 醋酸混合液(5g三氯化铁加10%三氯醋酸溶解至100ml)、100uml肝素生理盐水。 [动物家兔 方法] ·、比色法测定全血水杨酸钠浓度 1.取10m1大试管11支，以0一10编号，每管均加入三氯化铁和三氯醋酸混 合试液2ml,9号管再加0.04%水杨酸钠标准液0.6ml,10号管再加蒸馏水0.6ml。 取免1只，称体重，仰缚兔板上，于兔颈部皮下注射1%盐酸普鲁卡因溶液1-2m1, 局麻后分离一侧颈外静脉并在其下方横穿一根细线，供采血时固定静脉用。 2.以100u/ml肝素生理盐水润湿1ml注射器，从该侧颈外静脉采血0.6ml 加入0号大试管中，用干棉球轻压针孔处以防止出血。从已分离出的颈外静脉的对 侧耳缘静脉推注10%水杨酸钠溶液2mg。准确记录给药完毕时间，在给药完毕 后的第1、3、5、10、20、50、80和110分钟从颈外静脉分别采血0.6m1,依次加 入第1-8号大试管中（每次采血后要洗净注射器，以肝素生理盐水润湿备用）。 3.振摇0-8管各1分钟，分别加入蒸馏水5m1再充分振摇1分钟，过滤至小 试管中取滤液备用。9、10两管加蒸馏水5ml,摇匀待用。 4.在分光光度计上，用波长510nm,1cm光径比色杯，以蒸馏水调零，测0-10 号管光密度得d-do。各测试管水杨酸钠光密度与水杨酸钠浓度按下列公式计算： 标准管水杨酸钠光密度D,=dg-d1o 测定管水杨酸钠光密度D=dn-d

9 [注意事项] 1. 四氯化碳和氯霉素溶液宜用花生油、玉米油或橄榄油配制。 2. 处于麻醉状态下的小鼠失去对体温调节的能力，易受外界环境温度的 影响，当室内温度低于20℃时，小鼠体温明显下降、麻醉加深，麻醉时间延 长，要注意保温。 3. 结果分析宜用全班各组平均值。 [思考题] 1. 各组小鼠麻醉诱导时间、麻醉维持时间有无差异， 为什么？ 2. 根据实验结果，分析肝药酶有什么特点？ 实验 5 全血水杨酸钠二室模型药动学参数测定 [目的] 用比色法测定水杨酸钠浓度，并用测得的血药浓度数据计算二室模型 药动学参数。 [器材] 大试管（10ml×11）、小试管（6ml×9）、刻度吸管（10ml×2、2ml、5ml×1）、 注射器（1ml×2、2ml、5ml×1）、小玻棒、试管架、玻璃蜡笔、移液吸管、普通剪 刀与手术刀（各 1）、弯曲管钳、坐标纸、线与棉花少许。粗天平、分光光度计、 离心机、计算器（CASIOfx-180P 或 CASIO-3600P）。 [药品] 1％盐酸普鲁卡因溶液、10％及 0.04％水杨酸钠溶液、三氯化铁和三氯 醋酸混合液（5g 三氯化铁加 10％三氯醋酸溶解至 100ml）、100u/ml 肝素生理盐水。 [动物] 家兔 [方法] 一、比色法测定全血水杨酸钠浓度 1. 取 10m1 大试管 11 支，以 0－10 编号，每管均加入三氯化铁和三氯醋酸混 合试液 2m1，9 号管再加 0.04％水杨酸钠标准液 0.6m1，10 号管再加蒸馏水 0.6m1。 取兔 1 只，称体重，仰缚兔板上，于兔颈部皮下注射 1％盐酸普鲁卡因溶液 1-2m1， 局麻后分离一侧颈外静脉并在其下方横穿一根细线，供采血时固定静脉用。 2. 以 100u／m1 肝素生理盐水润湿 1m1 注射器，从该侧颈外静脉采血 0.6m1 加入 0 号大试管中，用干棉球轻压针孔处以防止出血。从已分离出的颈外静脉的对 侧耳缘静脉推注 10％水杨酸钠溶液 2ml/kg。准确记录给药完毕时间，在给药完毕 后的第 1、3、5、10、20、50、80 和 110 分钟从颈外静脉分别采血 0.6m1，依次加 入第 1-8 号大试管中（每次采血后要洗净注射器，以肝素生理盐水润湿备用）。 3. 振摇 0-8 管各 1 分钟，分别加入蒸馏水 5m1 再充分振摇 1 分钟，过滤至小 试管中取滤液备用。9、10 两管加蒸馏水 5m1，摇匀待用。 4. 在分光光度计上，用波长 510nm，1cm 光径比色杯，以蒸馏水调零，测 0-10 号管光密度得 d0-d10。各测试管水杨酸钠光密度与水杨酸钠浓度按下列公式计算： 标准管水杨酸钠光密度 D9=d9-d10 测定管水杨酸钠光密度 Dn=dn-do